細胞融合/激活
4.1 融合與激活

核移植
由于微吸管破壞了卵膜和一部分細胞質,若直接移植,成功率很低,故需對重組胚融合,其采用的方法有仙臺病毒法、物理或化學方法(如電融合法、鈣離子載體、乙醇、蛋白質酶合成抑制劑等)激活受體細胞,使其完成細胞分裂和發(fā)育過程,電融合法更常用。電融合時選擇的電壓范圍和脈沖頻率取決于融合箱中兩個電極的距離。融合箱的距離由200μm,到幾毫米,因此在脈沖是200μsec倍數(shù)且能傳導lKV/cm的直流電基本滿足要求。對小鼠、家兔等實驗動物進行胚胎核移植時還發(fā)現(xiàn),受體卵母細胞在重構胚電融合時被激活的狀態(tài)與重購胚的發(fā)育率密切相關,脈沖強度為2.0-3.6K/cm、融合時間為60-200μsec是適宜范圍。若脈沖過強,融合時間過長,對重構胚的進一步發(fā)育極為不利。Kono等提出針對不同時期的供體核采取不同激活程序得到了較好的實驗結果:①對于G2期和M期的供體核即4倍DNA供體,在融合時可采用不引起卵母細胞活化的仙臺病毒或細胞質內注射,然后再給予激活處理,使一半DNA以極體方式排出,隨后形成原核及正常2倍體細胞,應用此法已產生了正常的小鼠;②對于G0、G1及S期供體核,可采用融合前激活和融合時激活兩種方式,以防止供體核形成中期板而導致染色體的不正常。Szollosi用小鼠胸腺細胞作核移植實驗時發(fā)現(xiàn),只有成熟的去核卵母細胞被激活前或激活后30min進行融合,移入的供體細胞核才發(fā)生降解,并重新聚合形成新核膜,若超過30min再觸合,雖然移入的供體核才發(fā)生降解,這可能會使供體染色質與受體細胞質諸因子的有效互作受到抑制,從而使再程序化過程受阻。Wakayama等人利用受體卵母細胞化學激活和重構胚化學融合的方法,也在小鼠體細胞克隆和再克隆的研究中取得了理想的結果。對兔卵電融合完成后,卵母細胞也因電刺激受到激活從而開始新的編程和發(fā)育,但對小鼠、大鼠和牛等還需進一步充分的激活才能獲得發(fā)育。其方法有化學和電激活兩種,化學激劑有7%乙醇、Ionomycin(離子霉素)、鈣離子載體A23187,采用Ionomycin激活后再用6-DMAP處理3h,可避免出現(xiàn)PCC(早熟染色體凝集),并增加羊重構胚的發(fā)育率及出生率。 4.2 融合率與細胞期
Prather等(1989)研究結果表明,融合率與細胞期無顯著差異,說明卵裂球體積變小對融合率并無顯著的影響,張涌(1992)在小鼠研究中也得出類似的結果。Robal等也認為,融合率與受體卵母細胞的時齡有關,并且還與核供體接觸的面積和接觸的緊密程度有關,而與移入的卵裂球處于什么時期無關,但是重構胚的發(fā)育率與供體胚的細胞期是有關的。 4.3 溫度、卵母細胞成熟時間對卵母細胞激活的影響
隨著卵母細胞在體外成熟時間的延長,進而老化,成熟促進因子(MPF)下降,易激活。體外成熟老化的牛卵母細胞對溫度誘導激活高度繁感,在一定的溫度誘導激活下,卵母細胞染色質聚縮,"自動去核"的頻率高。幼稚卵母細胞不容易在室溫下激活,即使激活也不穩(wěn)定,可能逆轉到中期。